Tagi:
strzykawka ogon mysz laboratorium krew igła

Pobieranie krwi u myszy laboratoryjnych to rutynowa, ale bardzo istotna procedura w badaniach biomedycznych. Jedną z najczęściej stosowanych technik jest pobieranie krwi z żyły ogonowej. Metoda ta pozwala na uzyskanie niewielkich, ale wystarczających ilości krwi do analiz biochemicznych, hematologicznych czy farmakokinetycznych, przy minimalnej inwazyjności.

Dlaczego żyła ogonowa?
Żyła ogonowa (vena caudalis lateralis) biegnie wzdłuż ogona i jest łatwo dostępna przy minimalnym unieruchomieniu zwierzęcia. Umożliwia wielokrotne pobieranie prób bez konieczności eutanazji zwierzęcia, co czyni tę technikę idealną do badań podłużnych.

Wymagane materiały
Mysz laboratoryjna (najczęściej szczep C57BL/6 lub BALB/c)

Źródło ciepła (np. lampa grzewcza lub ciepła woda w rękawie)

Igła (np. 27G–30G) lub mikropipeta z końcówką kapilarną

Strzykawka lub kapilara heparynizowana

Alkohol 70% (do dezynfekcji)

Materiał do tamowania krwawienia (np. gazik)

Procedura krok po kroku
1. Przygotowanie myszy
Przed pobraniem krwi mysz powinna zostać unieruchomiona – można użyć specjalnej tuby lub trzymać zwierzę ręcznie, w sposób minimalizujący stres. Zaleca się wcześniejsze ogrzanie ogona przez 5–10 minut (np. trzymanie myszy w lekko podgrzanym pojemniku lub skierowanie ciepła na ogon), co powoduje rozszerzenie naczyń i ułatwia dostęp do żyły.

2. Lokalizacja żyły
Na ogonie myszy znajdują się dwie żyły boczne. Najczęściej wybiera się żyłę biegnącą po boczno-dolnej stronie ogona. Delikatne naciągnięcie skóry pozwala lepiej uwidocznić naczynie.

3. Pobranie krwi
Delikatnie nakłuj żyłę cienką igłą (np. 27G), najlepiej pod kątem 10–30 stopni. Gdy pojawi się kropla krwi, można zebrać ją mikropipetą, kapilarą lub pozwolić, aby krew swobodnie spływała do probówki. Należy uważać, by nie wywierać zbyt dużego nacisku na ogon ani nie wykonywać zbyt wielu nakłuć (najlepiej maksymalnie 2–3 próby na jednej sesji).

4. Zakończenie procedury
Po pobraniu należy tamować krwawienie przez delikatny ucisk gazikiem. Mysz powinna być obserwowana przez kilka minut po zabiegu, by upewnić się, że nie występują objawy stresu lub krwawienie.

Ilość możliwej do pobrania krwi
U zdrowej dorosłej myszy (20–30 g) całkowita objętość krwi to około 6–8% masy ciała, co daje ok. 1,5–2,5 ml. Jednorazowo można pobrać ok. 10% objętości całkowitej krwi (czyli ok. 150–250 µl), nie przekraczając tej ilości częściej niż raz na dwa tygodnie, chyba że zapewniona jest odpowiednia rekonwalescencja i uzupełnienie płynów.

Uwagi końcowe
Pobieranie krwi powinno być wykonywane przez doświadczony personel lub pod nadzorem specjalisty.

Procedura musi być zatwierdzona przez komisję ds. etyki zwierząt (np. IACUC, lokalna komisja etyczna).

Należy monitorować stan myszy przed i po pobraniu oraz zapewnić odpowiednie warunki chowu i opieki.

Pobieranie krwi z żyły ogonowej to prosta, ale wymagająca precyzji technika, dzięki której można uzyskać wartościowe próbki przy minimalnym dyskomforcie dla zwierzęcia. Prawidłowe przeprowadzenie tej procedury wpływa nie tylko na dobrostan myszy, ale również na jakość uzyskanych danych naukowych.